研究人员首先利用高质量的CTD磷酸化抗体,通过ChIP-seq对五种磷酸化的RNAPII在基因组中的分布进行了绘制。结果显示不同磷酸化位点在基因上的定位模式存在明显差异,各个磷酸化位点偏好结合的基因在长度、外显子数、转录因子结合等基因组特征上具有特异性。同时,结合ChIP-MS质谱分析,不同CTD磷酸化的RNAPII在染色质上的互作蛋白具有模块化的特点,且不同磷酸化形式关联于独特的生物学过程,说明CTD磷酸化的RNAPII不仅与转录相关,还参与了染色质上的各项调控。
紧接着,研究人员创新性地构建了一个基于染色质流式技术的CRISPR-FACS功能筛选平台,使用不同CTD磷酸化的特异性抗体,将全基因组的CRISPR敲除文库细胞进行通透、固定之后标记上荧光,并通过荧光信号的强弱区分出可能导致磷酸化水平上调或下调的基因。此后通过FACS分选与基因组二代测序,研究人员筛选出了影响各位点磷酸化水平的调控因子,并提示了RNAPII CTD磷酸化与肿瘤等疾病状态的密切联系,大大扩充了已知的RNAPII CTD磷酸化的调控图谱。同时这一策略也为后续开展其他蛋白质的其他翻译后修饰的调控因子筛选提供了可借鉴的研究策略。
为了研究各个CTD磷酸化位点的功能,研究者们首先通过慢病毒过表达以及CRISPR基因敲除,将细胞内的RNAPII全部替换为带有dTAG降解标签的RNAPII,从而实现对RNAPII蛋白的快速降解。此后研究者们又分别在这一细胞系内构建了由Tet-on启动子驱动的5个不同CTD磷酸化位点的突变体细胞系(Y1F、S2A、T4V、S5A和S7A,同时使用野生型RNAPII作为阴性对照)。在这些突变体细胞系中加入Dox和dTAG小分子就可以实现RNAPII的位点特异性瞬时替换。利用这一瞬时替换系统,研究者们通过转录组、表观组以及蛋白组学方法,揭示了各个CTD磷酸化与转录调控、基因表达以及染色质修饰之间的联系。该系统同样具有广泛适配性,为未来解析蛋白翻译后修饰的功能在提供了有力的方法工具。
综合FeaSion策略,研究者们最终锁定到了3个具有位点特异性调控作用的激酶:CLK1、CLK4和YES1,并通过生化实验证实了其对RNAPII CTD的直接磷酸化功能。后续的细胞实验也证明,这些激酶可以直接结合在染色质上并调控基因特异性的RNAPII磷酸化。